单细胞核酸编码扩增成像分析

doi:10.7503/cjcu20220572

摘要/Abstract

摘要：

单细胞成像可在单细胞水平观测目标物位置、确定目标物含量, 在生命科学与临床医学研究领域应用广泛. 核酸编码扩增技术利用特定分子反应将待测目标识别转化为核酸条码的扩增, 具有探针种类多、易编程、反应条件温和及信号放大效率高等特点, 在单细胞低丰度、高灵敏、多目标物成像中优势显著, 为理解细胞状态、探索生命过程提供了新思路. 本文综合评述了核酸编码扩增在单细胞荧光成像领域的研究进展, 以目标物的编码方式为分类依据, 系统阐述了固定细胞原位成像和活细胞成像中不同目标物编码与扩增成像方式的区别, 并对活细胞成像中多重检测面临的问题以及未来发展前景进行了展望.

关键词: 单细胞分析, 核酸编码, 核酸扩增, 荧光成像

Abstract:

Single-cell imaging is of great significance in the field of life science and clinical medicine for its application on visualizing and quantifying of targets in single cells. Nucleic acids-encoded amplification converts targets to nucleic acids barcodes through specific molecular reactions， which is easy to achieve signal amplification. Due to its variety of probes， ease of programming， mild reaction conditions and high amplification efficiency， nucleic acids- encoded amplification emerges outstanding performance on sensitive and multiplexed imaging of various targets with low abundance in single cells， emerging as a new strategy for understanding cell state and exploring life process. This paper reviews the research progress of nucleic acids-encoded amplification in the field of single-cell fluorescence imaging on the basis of the encoding methods， which systematically clarifies the characteristics of encoding and amplification methods for living cell imaging and in situ cell imaging. Finally， the challenges of multiplex detection in living cells and future perspectives of nucleic acids-encoded amplification are summarized and discussed.

Key words: Single-cell analysis, Nucleic acids encoding, Nucleic acids amplification, Fluorescence imaging

中图分类号:

O657

TrendMD:

赵雪琪, 赵越, 薛静, 白敏, 陈锋, 孙颖, 宋大千, 赵永席. 单细胞核酸编码扩增成像分析. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220572.

ZHAO Xueqi, ZHAO Yue, XUE Jing, BAI Min, CHEN Feng, SUN Ying, SONG Daqian, ZHAO Yongxi. Nucleic Acids-encoded Amplification for Single-cell Imaging. Chem. J. Chinese Universities, 2022, 43(12): 20220572.

图/表 13

Fig.1 Progress in nucleic acids⁃encoded amplification for single⁃cell imaging

Fig.3 Data of application of MERFISH（A） The composite， false-colored fluorescent image of all detected single molecules in this cell according to their measured binary words［37］；（B） spatial map of the cell clusters in a coronal slice［40］.（A） Copyright 2015， the American Association for the Advancement of Science；（B） Copyright 2021， Springer Nature.

Fig.4 Schematic of hybridization encoded amplification methods（A） Schematic of seqFISH［42］；（B） schematic of HCR-seqFISH［43］；（C） schematic of STARmap［44］.（A） Copyright 2014， Springer Nature；（B） Copyright 2016， Elsevier；（C） Copyright 2018， the American Association for the Advancement of Science.

Fig.5 Schematic and data of SeqEA[46]（A） Schematic of SeqEA for multiplexed imaging of single-molecule RNAs in single cells；（B） the relationship between hybridization efficiency and fluorescence intensity.Copyright 2018， Elsevier.

Fig.6 Schematic and data of Clicker⁃FISH[53]（A） Schematic of Clicker-FISH；（B） representative cell images from different cell typed and the violin plot for correlation coefficients between ssRNA and dsRNA in these cell types. Copyright 2019， the authors.

Fig.7 Schematic and data of sc5hmU/5hmC⁃microgel[23]（A） Schematic of differentiated visualization of 5hmU and 5hmC with microgel encoding in single cells；（B） representative single-cell microgel images；（C） the intensity and colocalization analysis for 5hmU and 5hmC in different cell lines.Copyright 2020， American Chemical Society.

Fig.8 Schematic of antigen⁃antibody encoding methods（A） Workflow of barcodes modified on antibodies for DNA-PAINT［56］；（B） schematic of CODEX（co-detection by indexing） multiplexed imaging［58］.（A） Copyright 2017， the authors；（B） Copyright 2018， the authors.

Fig.9 Data and schematic of FOLISPOT and CCFB（A） Data of the comparison between ELISpot， primary and secondary signal amplification FOLISPOT［60］；（B） schematic of CCFB based on strand displacement reaction［61］.（A） Copyright 2022， American Chemical Society；（B） Copyright 2022， American Chemical Society.

Fig.10 Schematic and data of Cell⁃TALKING[22]（A） Schematic of Cell-TALKING on DNA origami substrates； WP and BP represent histone and surrounding chromatin modifications， respectively；（B） merged cell images for five histone PTMs；（C） the spot percentages of three encoded chromatin modifications of single cells in five samples.Copyright 2021， Springer Nature.

Fig.11 Schematic and data of nanoparticles and DNA nanostructures encoded amplification methods in live cells（A） Schematic of AuDH drived miRNA imaging［78］；（B） structure of multicolor-encoded DNA nanostructures［80］；（C） specificity evaluation of the DNA TetrNano probes for the target miRNA-21 and miRNA-155［80］.（A） Copyright 2018， the authors. （B， C） Copyright 2016， American Chemical Society.

Fig.12 Structure of DNA nanostructures and circuits and schematic of CRISPRainbow（A） Structure of SA-DTP［81］；（B） schematic of intracellular entropy-driven multivalent DNA circuits［69］；（C） schematic of CRISPRainbow for multiplexed labeling of genomic loci［83］.（A） Copyright 2020， American Chemical Society；（B） Copyright 2020， Wiley-VCH；（C） Copyright 2016， Springer Nature.

Table 1 Properties of in situ nucleic acids-encoded amplification methods

Method	Principle	Nucleic acid amplification	Target	Encoding number	Ref.
MERFISH	Hybridization reaction	None	mRNA	100—1000	［37］
Improved MERFISH	Hybridization reaction	bDNA	mRNA	130	［41］
SeqFISH	Hybridization reaction	None	mRNA	12 per cycle	［42］
HCR⁃seqFISH	Hybridization reaction	smHCR	mRNA	250	［43］
STARmap	Hybridization reaction	RCA	mRNA	160—1020	［44］
SABER⁃FISH	Hybridization reaction	PER	mRNA	17 per cycle	［45］
SeqEA	Hybridization reaction	RCA	mRNA	36 per cycle	［46］
Clicker⁃FISH	Coupling reaction	RCA	RNA structures and polyadenylation	3 per cycle	［53］
Sc5hmU/5hmC⁃microgel	Coupling reaction	RCA	5hmU and 5hmC	2 per cycle	［23］
CODEX	Antigen⁃antibody reaction	None	Proteins	2 per cycle	［58］
IsHCR	Antigen⁃antibody reaction	HCR	Proteins	3 per cycle	［59］
ELISpot	Antigen⁃antibody reaction	PER	Proteins	6 per cycle	［60］
CCFB	Antigen⁃antibody reaction	None	Proteins	3 per cycle	［61］
Cell⁃TALKING	Combinational reaction	RCA	5hmC， 5hmU and 5fU	3 per cycle	［22］
ClampFISH	Combinational reaction	Click⁃amplifying	mRNA	3 per cycle	［49］

参考文献 87

1	Allam M.， Cai S.， Coskun A. F.， NPJ Precis. Oncol.， 2020， 4， 11
2	Jia Y. M.， Lou X. D.， Xia F.， Chinese J. Anal. Chem.， 2018， 46（9）， 1329—1338
	贾永梅，娄筱叮，夏帆. 分析化学， 2018， 46（9）， 1329—1338
3	Schwartzman O.， Tanay A.， Nat. Rev. Genet.， 2015， 16（12）， 716—726
4	Noureen N.， Wu S.， Lv Y.， Yang J.， Alfred Yung W. K.， Gelfond J.， Wang X.， Koul D.， Ludlow A.， Zheng S.， Nat. Commun.， 2021， 12（1）， 139
5	Sungkaworn T.， Jobin M. L.， Burnecki K.， Weron A.， Lohse M. J.， Calebiro D.， Nature， 2017， 550（7677）， 543—547
6	Ma Y.， Wang M.， Li W.， Zhang Z.， Zhang X.， Tan T.， Zhang X. E.， Cui Z.， Nat. Commun.， 2017， 8（1）， 15318
7	Saito K.， Chang Y. F.， Horikawa K.， Hatsugai N.， Higuchi Y.， Hashida M.， Yoshida Y.， Matsuda T.， Arai Y.， Nagai T.， Nat. Commun.， 2012， 3（1）， 1262
8	Liu Y.， Lu Y.， Yang X.， Zheng X.， Wen S.， Wang F.， Vidal X.， Zhao J.， Liu D.， Zhou Z.， Ma C.， Zhou J.， Piper J. A.， Xi P.， Jin D.， Nature， 2017， 543（7644）， 229—233
9	Grimm J. B.， English B. P.， Chen J.， Slaughter J. P.， Zhang Z.， Revyakin A.， Patel R.， Macklin J. J.， Normanno D.， Singer R. H.， Lionnet T.， Lavis L. D.， Nat. Methods， 2015， 12（3）， 244—250
10	Ebrahimi S. B.， Samanta D.， Mirkin C. A.， J. Am. Chem. Soc.， 2020， 142（26）， 11343—11356
11	Luo F.， Qin G.， Xia T.， Fang X.， Annu. Rev. Anal. Chem.（Palo. Alto. Calif.）， 2020， 13（1）， 337—361
12	Su X.， Xiao X.， Zhang C.， Zhao M.， Appl. Spectrosc.， 2012， 66（11）， 1249—1261
13	Cao X.， Yu H.， Xue J.， Bai M.， Zhao Y.， Li Y.， Zhao Y.， Chen F.， Anal. Chem.， 2020， 92（13）， 9356—9361
14	Qin P.， Parlak M.， Kuscu C.， Bandaria J.， Mir M.， Szlachta K.， Singh R.， Darzacq X.， Yildiz A.， Adli M.， Nat. Commun.， 2017， 8（1）， 14725
15	Brenner S.， Lerner R. A.， Proceedings of the National Academy of Sciences， 1992， 89（12）， 5381—5383
16	Clark M. A.， Acharya R. A.， Arico⁃Muendel C. C.， Belyanskaya S. L.， Benjamin D. R.， Carlson N. R.， Centrella P. A.， Chiu C. H.， Creaser S. P.， Cuozzo J. W.， Davie C. P.， Ding Y.， Franklin G. J.， Franzen K. D.， Gefter M. L.， Hale S. P.， Hansen N. J. V.， Israel D. I.， Jiang J.， Kavarana M. J.， Kelley M. S.， Kollmann C. S.， Li F.， Lind K.， Mataruse S.， Medeiros P. F.， Messer J. A.， Myers P.， O'keefe H.， Oliff M. C.， Rise C. E.， Satz A. L.， Skinner S. R.， Svendsen J. L.， Tang L.， van Vloten K.， Wagner R. W.， Yao G.， Zhao B.， Morgan B. A.， Nat. Chem. Biol.， 2009， 5（9）， 647—654
17	Cai B.， Kim D.， Akhand S.， Sun Y.， Cassell R. J.， Alpsoy A.， Dykhuizen E. C.， van Rijn R. M.， Wendt M. K.， Krusemark C. J.， J. Am. Chem. Soc.， 2019， 141（43）， 17057—17061
18	Ståhl P. L.， Salmén F.， Vickovic S.， Lundmark A.， Navarro J. F.， Magnusson J.， Giacomello S.， Asp M.， Westholm J. O.， Huss M.， Mollbrink A.， Linnarsson S.， Codeluppi S.， Borg Å.， Pontén F.， Costea P. I.， Sahlén P.， Mulder J.， Bergmann O.， Lundeberg J.， Frisén J.， Science， 2016， 353（6294）， 78—82
19	Boettiger A. N.， Bintu B.， Moffitt J. R.， Wang S.， Beliveau B. J.， Fudenberg G.， Imakaev M.， Mirny L. A.， Wu C. T.， Zhuang X.， Nature， 2016， 529（7586）， 418—422
20	Zhuang X.， Nat. Methods， 2021， 18（1）， 18—22
21	Kress W. J.， Erickson D. L.， Proceed. Nat. Acad. Sciences， 2008， 105（8）， 2761—2762
22	Chen F.， Bai M.， Cao X.， Xue J.， Zhao Y.， Wu N.， Wang L.， Zhang D.， Zhao Y.， Nat. Commun.， 2021， 12（1）， 1965
23	Chen F.， Xue J.， Zhang J.， Bai M.， Yu X.， Fan C.， Zhao Y.， J. Am. Chem. Soc.， 2020， 142（6）， 2889—2896
24	Abramson R. D.， Myers T. W.， Curr. Opin. Biotechnol.， 1993， 4（1）， 41—47
25	Zhao Y.， Chen F.， Li Q.， Wang L.， Fan C.， Chem. Rev.， 2015， 115（22）， 12491—12545
26	Kishi J. Y.， Schaus T. E.， Gopalkrishnan N.， Xuan F.， Yin P.， Nat. Chem.， 2018， 10（2）， 155—164
27	Zhou W.， Li D.， Yuan R.， Xiang Y.， Anal. Chem.， 2019， 91（5）， 3628—3635
28	Friedrich M. W.， Curr. Opin. Biotechnol.， 2006， 17（1）， 59—66
29	Sahagun⁃Ruiz A.， Waghela S. D.， Holman P. J.， Chieves L. P.， Wagner G. G.， Veter. Parasit.， 1997， 73（1）， 53—63
30	Chen S. X.， Zhang D. Y.， Seelig G.， Nat. Chem.， 2013， 5（9）， 782—789
31	Kishi J. Y.， Beliveau B. J.， Lapan S. W.， West E. R.， Zhu A.， Sasaki H. M.， Saka S. K.， Wang Y.， Cepko C. L.， Yin P.， bioRxiv， 2018， 401810
32	Takei Y.， Yun J.， Zheng S.， Ollikainen N.， Pierson N.， White J.， Shah S.， Thomassie J.， Suo S.， Eng C. H. L.， Guttman M.， Yuan G. C.， Cai L.， Nature， 2021， 590（7845）， 344—350
33	Crosetto N.， Bienko M.， van Oudenaarden A.， Nat. Rev. Genet.， 2015， 16（1）， 57—66
34	Femino A. M.， Fay F. S.， Fogarty K.， Singer R. H.， Science， 1998， 280（5363）， 585—590
35	Fan Y.， Braut S. A.， Lin Q.， Singer R. H.， Skoultchi A. I.， Genomics， 2001， 71（1）， 66—69
36	Lubeck E.， Cai L.， Nat. Methods， 2012， 9（7）， 743—748
37	Chen K. H.， Boettiger A. N.， Moffitt J. R.， Wang S.， Zhuang X.， Science， 2015， 348（6233）， aaa6090
38	Moffitt J. R.， Hao J.， Bambah⁃Mukku D.， Lu T.， Dulac C.， Zhuang X.， Proc. Nat. Acad. Sci. USA， 2016， 113（50）， 14456—14461
39	Emanuel G.， Moffitt J. R.， Zhuang X.， Nat. Methods， 2017， 14（12）， 1159—1162
40	Zhang M.， Eichhorn S. W.， Zingg B.， Yao Z.， Cotter K.， Zeng H.， Dong H.， Zhuang X.， Nature， 2021， 598（7879）， 137—143
41	Xia C.， Babcock H. P.， Moffitt J. R.， Zhuang X.， Scientific Reports， 2019， 9（1）， 7721
42	Lubeck E.， Coskun A. F.， Zhiyentayev T.， Ahmad M.， Cai L.， Nat. Methods， 2014， 11（4）， 360—361
43	Shah S.， Lubeck E.， Zhou W.， Cai L.， Neuron， 2016， 92（2）， 342—357
44	Wang X.， Allen W. E.， Wright M. A.， Sylwestrak E. L.， Samusik N.， Vesuna S.， Evans K.， Liu C.， Ramakrishnan C.， Liu J.， Nolan G. P.， Bava F. A.， Deisseroth K.， Science， 2018， 361（6400）， eaat5691
45	Kishi J. Y.， Lapan S. W.， Beliveau B. J.， West E. R.， Zhu A.， Sasaki H. M.， Saka S. K.， Wang Y.， Cepko C. L.， Yin P.， Nat. Methods， 2019， 16（6）， 533—544
46	Deng R.， Zhang K.， Wang L.， Ren X.， Sun Y.， Li J.， Chem.， 2018， 4（6）， 1373—1386
47	Kleiner R. E.， Dumelin C. E.， Liu D. R.， Chem. Soc. Rev.， 2011， 40（12）， 5707—5717
48	Neri D.， Lerner R. A.， Annu. Rev. Biochem.， 2018， 87（1）， 479—502
49	Rouhanifard S. H.， Mellis I. A.， Dunagin M.， Bayatpour S.， Jiang C. L.， Dardani I.， Symmons O.， Emert B.， Torre E.， Cote A.， Sullivan A.， Stamatoyannopoulos J. A.， Raj A.， Nat. Biotechnol.， 2019， 37（1）， 84—89
50	Besanceney⁃Webler C.， Jiang H.， Zheng T.， Feng L.， Soriano Del Amo D.， Wang W.， Klivansky L. M.， Marlow F. L.， Liu Y.， Wu P.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2011， 50（35）， 8051—8056
51	Cañeque T.， Müller S.， Rodriguez R.， Nat. Rev. Chem.， 2018， 2（9）， 202—215
52	Raulf A.， Spahn C. K.， Zessin P. J. M.， Finan K.， Bernhardt S.， Heckel A.， Heilemann M.， RSC Adv.， 2014， 4（57）， 30462—30466
53	Chen F.， Bai M.， Cao X.， Zhao Y.， Xue J.， Zhao Y.， Nucleic Acids Res.， 2019， 47（22）， e145
54	Bai M.， Cao X.， Chen F.， Xue J.， Zhao Y.， Zhao Y.， Anal. Chem.， 2021， 93（30）， 10495—10501
55	Agasti S. S.， Liong M.， Peterson V. M.， Lee H.， Weissleder R.， J. Am. Chem. Soc.， 2012， 134（45）， 18499—18502
56	Agasti S. S.， Wang Y.， Schueder F.， Sukumar A.， Jungmann R.， Yin P.， Chem. Sci.， 2017， 8（4）， 3080—3091
57	Wang Y.， Woehrstein J. B.， Donoghue N.， Dai M.， Avendaño M. S.， Schackmann R. C. J.， Zoeller J. J.， Wang S. S. H.， Tillberg P. W.， Park D.， Lapan S. W.， Boyden E. S.， Brugge J. S.， Kaeser P. S.， Church G. M.， Agasti S. S.， Jungmann R.， Yin P.， Nano Letters， 2017， 17（10）， 6131—6139
58	Goltsev Y.， Samusik N.， Kennedy⁃Darling J.， Bhate S.， Hale M.， Vazquez G.， Black S.， Nolan G. P.， Cell， 2018， 174（4）， 968— 981（e15）
59	Lin R.， Feng Q.， Li P.， Zhou P.， Wang R.， Liu Z.， Wang Z.， Qi X.， Tang N.， Shao F.， Luo M.， Nat. Methods， 2018， 15（4）， 275—278
60	Ma J.， Peng Z.， Ma L.， Diao L.， Shao X.， Zhao Z.， Liu L.， Zhang L.， Huang C.， Liu M.， Anal. Chem.， 2022， 94（24）， 8704—8714
61	Makino K.， Susaki E. A.， Endo M.， Asanuma H.， Kashida H.， J. Am. Chem. Soc.， 2022， 144（4）， 1572—1579
62	Murayama K.， Kamiya Y.， Kashida H.， Asanuma H.， ChemBioChem， 2015， 16（9）， 1298—1301
63	Xue J.， Chen F.， Su L.， Cao X.， Bai M.， Zhao Y.， Fan C.， Zhao Y.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2021， 60（7）， 3428—3432
64	Zhang K.， Deng R.， Teng X.， Li Y.， Sun Y.， Ren X.， Li J.， J. Am. Chem. Soc.， 2018， 140（36）， 11293—11301
65	Hattori N.， Niwa T.， Kimura K.， Helin K.， Ushijima T.， Nucleic Acids Res.， 2013， 41（15）， 7231—7239
66	Xue J.， Chen F.， Bai M.， Cao X.， Huang P.， Zhao Y.， Anal. Chem.， 2019， 91（7）， 4696—4701
67	Zhang J.， Zhao P.， Li W.， Ye L.， Li L.， Li Z.， Li M.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2022， 61（22）， e202117562
68	Wang Z.， Niu J.， Zhao C.， Wang X.， Ren J.， Qu X.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2021， 60（22）， 12431—12437
69	Bai M.， Chen F.， Cao X.， Zhao Y.， Xue J.， Yu X.， Fan C.， Zhao Y.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2020， 59（32）， 13267—13272
70	Kang J. H.， Jang W. Y.， Ko Y. T.， Pharm. Res.， 2017， 34（4）， 704—717
71	Sun L.， Gao Y.， Wang Y.， Wei Q.， Shi J.， Chen N.， Li D.， Fan C.， Chem. Sci.， 2018， 9（27）， 5967—5975
72	St. Martin A.， Salamango D.， Serebrenik A.， Shaban N.， Brown W. L.， Donati F.， Munagala U.， Conticello S. G.， Harris R. S.， Nucleic Acids Res.， 2018， 46（14）， e84
73	Stewart J. A.， Schauer G.， Bhagwat A. S.， Nucleic Acids Res.， 2020， 48（20）， e118
74	Schweissthal B.， Brunken K.， Brach J.， Emde L.， Hetsch F.， Fricke S.， Meier J. C.， bioRxiv， 2021， 2021.03.03.433736
75	Wang J.， Yu S.， Wu Q.， Gong X.， He S.， Shang J.， Liu X.， Wang F.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2021， 60（19）， 10766—10774
76	Wei J.， Wang H.， Wu Q.， Gong X.， Ma K.， Liu X.， Wang F.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2020， 59（15）， 5965—5971
77	Liu C.， Chen Y.， Zhao J.， Wang Y.， Shao Y.， Gu Z.， Li L.， Zhao Y.， Angew. Chem. Int. Ed.， 2021， 60（26）， 14324—14328
78	Meng X.， Zhang K.， Dai W.， Cao Y.， Yang F.， Dong H.， Zhang X.， Chem. Sci.， 2018， 9（37）， 7419—7425
79	Yuan P.， Mao X.， Liew S. S.， Wu S.， Huang Y.， Li L.， Yao S. Q.， ACS Appl. Mater. Interfaces， 2020， 12（52）， 57695—57709
80	Zhou W.， Li D.， Xiong C.， Yuan R.， Xiang Y.， ACS Appl. Mater. Interfaces， 2016， 8（21）， 13303—13308
81	Yang F.， Cheng Y.， Zhang Y.， Wei W.， Dong H.， Lu H.， Zhang X.， Anal. Chem.， 2020， 92（6）， 4411—4418
82	Lu H.， Guo K.， Cao Y.， Yang F.， Wang D.， Dou L.， Liu Y.， Dong H.， Anal. Chem.， 2020， 92（2）， 1850—1855
83	Ma H.， Tu L. C.， Naseri A.， Huisman M.， Zhang S.， Grunwald D.， Pederson T.， Nat. Biotechnol.， 2016， 34（5）， 528—530
84	Ma H.， Tu L. C.， Naseri A.， Chung Y. C.， Grunwald D.， Zhang S.， Pederson T.， Nat. Methods， 2018， 15（11）， 928—931
85	Askary A.， Sanchez⁃Guardado L.， Linton J. M.， Chadly D. M.， Budde M. W.， Cai L.， Lois C.， Elowitz M. B.， Nat. Biotechnol.， 2020， 38（1）， 66—75
86	Frieda K. L.， Linton J. M.， Hormoz S.， Choi J.， Chow K. H. K.， Singer Z. S.， Budde M. W.， Elowitz M. B.， Cai L.， Nature， 2017， 541（7635）， 107—111
87	Takei Y.， Shah S.， Harvey S.， Qi L. S.， Cai L.， Biophys. J.， 2017， 112（9）， 1773—1776

[1]	汪诗琪, 罗博文, 俞计成, 顾臻. 近红外二区活体荧光成像在肿瘤诊疗中的应用[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220577.
[2]	马小飞, 胡山, 李俊彬, 杨盛, 谌委菊, 卿志和, 周怡波, 杨荣华. 细胞内源性分子辅助荧光信号放大策略及细胞成像[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220320.
[3]	陈尚钰, 沈清明, 孙鹏飞, 范曲立. 小分子基温敏聚合物纳米粒子的制备及在近红外二区荧光成像与光热治疗中的应用[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220392.
[4]	常通航, 程震. 整合荧光成像和化疗的有机小分子诊疗探针的研究进展[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220430.
[5]	张钤, 刘雅薇, 王帆, 刘凯, 张洪杰. 稀土纳米材料在高分辨活体成像及诊疗中的应用[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(12): 20220552.
[6]	刘苗, 刘瑞波, 刘巴蒂, 钱鹰. 溶酶体靶向吲哚氟硼二吡咯光敏剂的合成、双光子荧光成像及光动力治疗[J]. 高等学校化学学报, 2022, 43(10): 20220326.
[7]	陈宏达, 张婳, 王振新. 用于小动物活体的荧光-光热双模成像系统[J]. 高等学校化学学报, 2021, 42(3): 725.
[8]	王萌萌, 栾天骄, 杨铭焱, 吕佳佳, 高杰, 李洪玉, 卫钢, 袁泽利. 肿瘤乏氧靶向响应的罗丹明荧光探针及其成像介导手术治疗[J]. 高等学校化学学报, 2021, 42(10): 3071.
[9]	梁钰昕, 赵容, 梁馨月, 方晓红. 细胞膜上信号转导蛋白的单分子成像与分析[J]. 高等学校化学学报, 2020, 41(6): 1127.
[10]	白翠婷, 岳仁叶, 罗列高, 马楠. 基于双色荧光传感器的癌细胞成像及microRNA定量检测[J]. 高等学校化学学报, 2020, 41(6): 1252.
[11]	邵伟, LEE Jiyoung, 李方园, 凌代舜. 有机小分子纳米粒子的光学诊疗应用[J]. 高等学校化学学报, 2020, 41(11): 2356.
[12]	张勇,申城,幸志荣,陈归柒,卢资,侯志兵,陈雪梅. 可视化检测次氯酸的苯并咪唑类荧光增强型探针[J]. 高等学校化学学报, 2019, 40(12): 2480.
[13]	刘晔, 姚顺雨, 方超, 赵外欧, 王静媛, 李亚鹏. 靶向髓过氧化酶的双模态探针分子的合成与表征[J]. 高等学校化学学报, 2018, 39(7): 1573.
[14]	张涛, 汤永嘉, 徐亮, 刘克良. 新型可用于荧光标记的α-氰基丙烯酸酯单体的合成及在小鼠活体成像中的应用[J]. 高等学校化学学报, 2016, 37(6): 1168.
[15]	米小龙, 焦晓洁, 刘畅, 何松, 曾宪顺. 基于罗丹明荧光信号报告基团的细胞通透性铜离子荧光探针[J]. 高等学校化学学报, 2016, 37(10): 1784.